常態的細胞不能攝入外部溶液中的DNA，所以要轉化質粒DNA進入大腸桿菌必須首先制備感受態的大腸桿菌細胞。受體細胞經過一些特殊方法（如：CaCl，RuCl等化學試劑法）的處理后，細胞膜的通透性發生變化，成為能容許多有外源DNA的載體分子通過的感受態細胞(competent cell) 。
轉化，是將異源DNA分子引入一細胞株系，使受體細胞獲得新的遺傳性狀的一種手段，是基因工程等研究領域的基本實驗技術。 進入細胞的DNA分子通過復制表達，才能實現遺傳信息的轉移，使受體細胞出現新的遺傳性狀。轉化過程所用的受體細胞一般是限制－修飾系統缺陷的變異株，即不含限制性內切酶和甲基化酶的突變株。
α-互補現象：因為許多載體都帶有一個LacZ基因的調控序列和頭146個氨基酸的編碼信息，編碼α-互補肽，該肽段能與宿主編碼的缺陷型β-半乳糖苷酶實現基因內互補（ α-互補）。當這種載體轉入可編碼?－半乳糖苷酶C端部分序列的宿主細胞中時，在異丙基-?-D硫代半乳糖苷（IPTG）的誘導下，宿主可同時合成這兩種肽段，雖然它們各自都沒有酶活性，但它們可以融為一體形成具有酶活性的蛋白質。所以稱這種現象為α-互補現象。由互補產生的α－半乳糖苷酶(LacZ)能夠作用于生色底物5－溴－4－氯－3－吲哚－β－D－半乳糖苷(X-gal)而產生藍色的菌落，所以利用這個特點，在載體的該基因編碼序列之間人工放入一個多克隆位點，當插入一個外源DNA片段時，會造成LacZ(α)基因的失活，破壞α-互補作用，就不能產生具有活性的酶。所以，有重組質粒的菌落為白色，而沒有重組質粒的菌落為藍色。
大腸桿菌感受態細胞的幾種制備方法：
方法一：
細菌轉化的方法多以Mendel和Higa（1970）的發現為基礎，其基本方法是用冰預冷
CaCl2或多種2價陽離子等處理細菌，使之進入感受態得以轉化。用CaCl2制備新鮮或冷凍的大腸桿菌感受態細胞，常用于成批制備感受態細菌。本法適用于大多數大腸桿菌菌株，且迅速、重復性好。
實驗步驟：
1、 從37℃培養16～20h的新鮮平板中挑取一個單菌落（如大腸桿菌DH52），或1ml新鮮的16～20h過夜培養物，轉到一個含有100mlLB培養基的1L或500ml燒瓶中。于37℃劇烈振搖培養約2～3h（旋轉搖床200～300r/min），每隔20～30min測量OD600值≈0.4。
2、 在無菌條件下將細菌轉移到一個，用冰預冷的50ml聚丙烯離心管中，在冰上放置10～20min。
3、 于4℃用SorvallGS2轉頭（或與其離心管相配的轉頭）以4000r/min離心10min，以回收細胞。
4、 倒數培養液，將管倒置1min以使最后殘留的痕量培養液流盡。
5、 以10ml用冰預冷的0.1mMCaCl2重懸每份沉淀，放于冰上。4 h
6、 于4℃用SorvallGS3轉頭（或與其相應的轉頭）以4000r/min離心10min，以回收細胞。
7、 倒出培養液，將管倒置1min以使最后殘留的痕量培養液流盡。
8、 每50ml初始培養物用2ml冰預冷的0.1M CaCl2重懸每份沉定，此時，可以迅速將細胞分裝成小份，液氮中冰凍，-70℃貯存備用。
9、 用冷卻的無菌吸頭從每種感受態細胞懸液中各取200μl轉移到無菌的微量離心管中，每管加DNA或連接反應混合物（體積≤10μl，DNA≤50ng），輕輕旋轉以混勻內容物，在冰中放置30min。
10、 將離心管放到預加溫到40℃的循環水浴中的試管架上，放置90s～2min，不要搖動試管。
11、 快速將管轉移到冰浴中，使細胞冷卻1～2min。
12、 每離心管加800μlSOC培養基，用水浴將培養基加溫到37℃，然后將管轉移到37℃搖床上，溫育45min使細菌復蘇，并且表達質粒編碼的抗生素抗性標記基因。
13、 將適當體積（每個90mm平板可達200μl）已轉化的感受態細胞轉移到含200mmol/l MgSO4和相應抗生素的SOB培養基上
14、 將平板置于室溫至液體被吸收。
15、 倒置平皿，于37℃培養，12～16h后可出現菌落。
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